考马斯亮蓝反应现象及原理

首先所有使用玻璃器皿都要洗干净.1、考马斯亮蓝应在乙醇、磷酸介质中尽量溶解充分.然后过滤定容摇匀.2、用固定的2个比色杯做标准空白比色杯固定,每次测完后用乙醇将测定A值的比色杯洗干净.我测定的r值在0

考马斯亮蓝G250具有红色和蓝色两种色调.在酸性溶液中,其以游离态存在呈棕红色；当它与蛋白质通过疏水作用结合后变为蓝色.它染色灵敏度高,反应速度快,约在2分钟左右时间达到平衡,在室温一小时内稳定.在0

应为不知道你的标准曲线Y的单位,如果是以加入的标准品的质量做出的曲线,同时没有什么稀释过程的话,你就直接算好了：Y=0.0044*68.790+0.0245=0.327176（单位）,总蛋白量=0.3

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是电泳结束后,把分离胶切下来放在平皿里,用考马斯亮蓝染液（0.05%）染色过夜,之后换脱色液（醋酸：乙醇：水1：4：5）泡一段时间就能看到清晰的条带了~

蛋白质所测的OD值一定要位于标准曲线范围内,因为G-250的曲线随着蛋白浓度增高有些略微偏离线性,若蛋白质浓度太高,可适当稀释后再测.此外,用于标准样品的牛血清白蛋白组分V最好现配现用,已经配好的溶液

加5%卵清蛋白溶液5ml于试管中,再加等量的饱和硫酸铵溶液,混匀后静置数分钟析出球蛋白沉淀.倒出少量浑浊沉淀,加少量水,沉淀是否溶解,为什么?溶解,蛋白溶液加入浓无机盐溶液,导致蛋白质溶解度降低而析出

染太久后背景太重,不容易脱色,也就不容易看到条带

会的.不仅碱性氨基酸,去垢剂,如SDS,还有高浓度的缓冲液都会有影响.而且由于蛋白质酸性,碱性氨基酸含量不同,即使蛋白质浓度相同,所测出的值也会不同.

可溶性蛋白质含量的测定——考马斯亮蓝法一、原理考马斯亮蓝G-250测定蛋白质含量属于染料结合法的一种.考马斯亮蓝G-250在游离状态下呈红色,最大光吸收在488nm；当它与蛋白质结合后变为青色,蛋白质

将100mg考马斯亮蓝G-250溶于50m195％乙醇,加入100ml浓磷酸,然后,用蒸馏水补充至200ml,此染液放4℃至少6个月保持稳定.—————————————————————————————

考马斯亮蓝G-250（CoomassiebrilliantblueG-250）测定蛋白质含量属于染料结合法的一种.考马斯亮蓝G-250在游离状态下呈红色,最大光吸收在488nm；当它与蛋白质结合后变为

Folin酚法最好,准确度最高；双缩脲法最差,准确度最低；现很少用；考马斯亮蓝G250法介于两者之间.

考马斯亮蓝测定蛋白质浓度是较常用的方法,误差可尽量减到最小,需注意：测定OD值前,将分光光度计提前预热至少30分钟,可保证准确性；配制好的考马斯亮蓝溶液应放于4度保存备用；盐离子不会影响实验结果,但去

降低染色液浓度,缩短染色时间.考染太过,会使得所有蛋白质表面都包着厚厚的一层染料,无法定量.只有降低染色液浓度,缩短染色时间才能使得染色回到线性区域,让染料强度和蛋白质浓度成正比.

1.分光光度计预热下会准些2.是否调0\100,3.用紫外的试试看楼主可曾换一台分光光度计试试,有些仪器时间长了不准的

WB的胶用考马斯亮蓝染色,有为了确定你的目的条带电泳情况目的,还有一个目的,就是跟用丽春红染摸一样的作用,看转膜的效率.也就是看你的目的条带是否都转移到你的膜上了.这步染色完全可以省略,一般都可以用预

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不可以的会变质的那就是隔段时间测样品蛋白含量的时候,必须重新作标曲了再测了?qwk123(站内联系TA):D;):(杨丹8918(站内联系TA):tiger13:王会征(站内联系TA)没问题啊,我放半

是液体就好测了呀把样品取出1ml,按照做标准曲线时一样的处理,再测OD值就行了